Schadorganismen
Eine Vielzahl von Schadorganismen kann bei einer Kontamination des Substrats zu Pflanzenschäden führen. Nachfolgend sind einige Schadorganismen aufgeführt, die gelegentlich oder eher selten zu Problemen führen können.Kohlhernie
Der pilzliche Erreger der Kohlhernie, Plasmodiophora brassicae, hat in manchen Gemüsebaubetrieben zu Ausfällen in Kohlkulturen geführt und Substratreklamationen nach sich gezogen.MATTUSCH et al.(1) konnten eindeutig nachweisen, dass die Wahrscheinlichkeit der Einschleppung des Pathogens sehr gering ist. So wurde in 12 von 1.007 Rohtorfproben (1,2 %) Kohlhernie im Biotest nachgewiesen. Die betreffenden Proben stammten aus Kleinflächen im Randbereich von in Abtorfung befindlichen Flächen.
Als Hauptursache für eine Verseuchung mit P. brassicae ist vorrangig vernachlässigte Betriebshygiene zu nennen. Bereits 1998 wurde P. brassicae in der deutschen Bioabfallverordnung als einer der Leitorganismen aufgeführt, für den ein Infektionsindex angegeben ist(2) . Ein Test auf Kontamination durch diesen Pilz wird auch als Nachweis für eine ordnungsgemäße Kompostierung organischer Materialien herangezogen.
Schadnematoden
Bei der Champignonkultur ist die Verhinderung der Einschleppung von Schadnematoden über die Deckerde die vordringlichste Vorbeugungsmaßnahme. Ditylenchus myceliophagus ist die schädlichste Nematodenart am Champignon, gefolgt von Aphelenchoides composticola und Paraphelenchus myceliophthorus. So wird Torf als Ausgangsstoff für Deckerden (und für Ton, sofern er Deckerden zugemischt wird) gemäß den Gütekriterien der RHP auf das Vorkommen von D. myceliophagus und A. composticola untersucht; dabei ist eine Nulltoleranz festgelegt.Ferner müssen nach RHP alle Substratausgangsstoffe eine Nematodenprüfung auf wesentliche Schadnematoden durchlaufen. Die Prüfung bezieht sich meistens auf die Nematodengattungen Aphelenchoides spp., Ditylenchus spp., Globera spp., Heterodera spp. (das Kartoffelzystenälchen ist von großer Bedeutung), Longidorus spp., Meloidogyne spp., Pratylenchus spp., Rotylenchus spp. und einige weitere Gruppen. Für manche Ausgangsstoffe werden spezielle Arten für die Untersuchung gelistet. Auch Tone und Kalke werden entsprechend den RHP-Kontrollstandards auf Schadnematoden untersucht. Ausgangsstoffe, die bei ihrer Produktion hohen Temperaturen ausgesetzt werden, wie Blähton, Blähperlit, Blähvermiculit, Mineralwolle oder Polyurethanschaumprodukte, sind von der Untersuchung auf Nematoden ausgenommen. Das RAL-GZ 250(3) enthält keine Prüfbestimmungen für Nematoden.
Trauermücken
Als Schädling im Gartenbau tritt die Trauermückenlarve (Trauermückenmade) auf. Von den weltweit über 1.800 Trauermückenarten kommen über 340 in Deutschland vor, als Schädlinge im Gartenbau treten am häufigsten die der Gattungen Bradysia, Lycoria, Lycoriella und Termitosciara auf(4) . Alle feuchten, lufthaltigen und vorzugsweise belebten Substrate und Ausgangsstoffe sind bevorzugte Lebensräume für Trauermückenlarven. Auch feuchte, veralgte und vermooste Bewässerungsvliese oder andere Tischauflagen bieten ein gutes Vermehrungsmilieu für die Trauermücke.Bradysia difformis ist die bei uns häufigste Schadart. Ihre angelsächsische Bezeichnung ‚black fungus gnat‘ deutet auf ihre Ernährungsweise hin, die auch für andere Arten typisch ist. KÜHNE & HELLER(5) heben hervor, dass es sich um mykophage Insekten handelt, deren Larven hauptsächlich Pilzmyzel verzehren. BUXTON(6) unterstreicht, dass Trauermücken bevorzugt eine Vielzahl von Ascomyceten, Basidiomyceten und Myxomyceten verzehren. Aber auch Algen, leicht abbaubares totes Pflanzengewebe sowie lebendes Pflanzengewebe, wie Wurzeln, Wurzelhaare und das Gewebe an der Stängelbasis von Pflanzen, dienen als Nahrungsquelle. Fraßstellen bieten bodenbürtigen Krankheitserregern Eindringstellen.
Da Komposte und Rindenhumus mikrobiologisch stark belebt sind, ziehen diese Ausgangsstoffe Trauermücken besonders stark an. So können besonders im Bioanbau, wo solche Ausgangsstoffe bevorzugte Substratbestandteile sind, Probleme mit Trauermückenlarven auftreten. Auf strenge Hygiene ist bei der Kompostierung sowie der Kompost- und Substratlagerung zu achten, da sich schon hier Trauermücken gern ansiedeln. Außerdem sind in Zersetzung (insbesondere durch pilzliche Zersetzung) befindliche organische Dünger für Trauermückenlarven sehr anziehend.
Dickmaulrüssler
Es sind kaum Fälle bekannt, in denen die Larven des Gefurchten Dickmaulrüsslers (Otiorhynchus sulcatus) oder andere Otiorhynchus-Arten in dem gelieferten Substrat vorhanden waren, und wenn, handelte es sich immer um durch Boden oder nicht sachgemäß hygienisierten Kompost verunreinigtes Substrat. Berüchtigt sind vor allem die Larven dieses Schadkäfers, weil sie Wurzelfraß an Gehölzen, Beerenobst, Stauden und Zierpflanzen verursachen.In manchen Ländern dürfen chemische oder biologische Pflanzenschutzmittel präventiv dem Substrat zugesetzt werden. Zur Einmischung in das Substrat ist beispielsweise das Langzeit-Bioinsektizid ‚Met52‘ in Deutschland und anderen EU-Ländern zugelassen. Es besteht aus Reiskörnern, auf die Sporen des insektenpathogenen Pilzes Metarhizium anisopliae, Stamm F52, aufgebracht sind. Zur biologischen Bekämpfung in der Kultur eignen sich parasitäre Nematoden sehr gut.
(1) MATTUSCH, P., BOTZ, T. & HILGENBERG, W. (1988): Untersuchungen zur Kontamination von Rohtorfen und gärtnerischen Anzuchterden mit dem Erreger der Kohlhernie, Plasmodiophora brassicae. Mitteilungen aus der Biologischen Bundesanstalt für Land- und Forstwirtschaft Berlin-Dahlem, 240: 1-56.
(2) BMU – BUNDESMINISTERIUM FÜR UMWELT, NATURSCHUTZ UND REAKTORSICHERHEIT (2013): Verordnung über die Verwertung von Bioabfällen auf landwirtschaftlich, forstwirtschaft-lich und gärtnerisch genutzten Böden (Bioabfallverordnung – BioAbfV). Bundesgesetz-blatt Jahrgang 2013 Teil I Nr. 16, ausgegeben zu Bonn am 8. April 2013.
(3) RAL DEUTSCHES INSTITUT FÜR GÜTESICHERUNG UND KENNZEICHNUNG E. V. (2015): Güte-sicherung RAL-GZ 250 Substrate für Pflanzen. Saint Augustin.
(4) Kawollek, W. (2012): Trauermücken in der Kultur. GeGa 8: 59-62.
(5) KÜHNE, S. & HELLER, K. (2010): Sciarid larvae in growing media ̶ biology, occurance, substrate and environmental effects and biological control measures. Proc. Intern. Peat Symposium, Amsterdam, 11 Oct. 2010. Int. Peat Soc., Jyväskylä.
(6) BUXTON, P. A. (1960): British Diptera associated with fungi. 3. Flies of all families reared from about 150 species of fungi. Entomol.Mon. Mag. 96: 61-94.
